Bioquímicos e assistentes de laboratório no campo da hematologia LAC-HNSC

Sinonímia:

Hemograma. Mnemônico: HEM

Aplicabilidade:

Bioquímicos e auxiliares de laboratório do setor de hematologia do LAC-HNSC.

Aplicação clínica:

Exame laboratorial de rotina para avaliação quantitativa e qualitativa dos elementos figurados do sangue. Sofre alterações significativas tanto nas doenças hematológicas quanto em doenças das mais variadas patogêneses, tendo, por isso, grande valor preditivo e diagnóstico.

É composto pelos seguintes parâmetros: Contagem de eritrócitos, dosagem de hemoglobina, determinação do hematócrito, volume corpuscular médio (VCM), hemoglobina corpuscular média (HCM), concentração hemoglobínica corpuscular média (CHCM) e amplitude de distribuição dos eritrócitos (RDW) que compõem o eritrograma; contagem de leucócitos e fórmula leucocitária que compõem o leucograma.

Principio do teste:

O hemograma é realizado em equipamentos de automação total (Sysmex XE 2100) com reavaliação microscópica.

O funcionamento e medidas realizadas baseiam-se na citometria de fluxo usando semicondutor laser, foco hidrodinâmico, impedância elétrica, SLS-método de detecção da hemoglobina (absorção espectrofotométrica), rádio freqüência, difusão direta e fluorescência direta.

Amostra:

Preparo do paciente:

Sempre observar as orientações do médico assistente.

Apenas evitar colheitas de material após exercício físico (causa leucocitose) e nas duas horas que sucedem refeições fartas e ricas em gordura. As diferenças nas contagens do repouso à deambulação (aumento de 2 a 5% na hematimetria) e da manhã para a tarde (aumento na contagem de leucócitos), não apresentam significação clínica. Sempre observar as orientações do médico assistente. Vide POP-L4 – Coleta.

Tipo de amostra:

Sangue total anticoagulado com EDTA K3 ou K2 (pó ou solução) na concentração final de 1,5 a 2,2 mg/ml.

Colheita:

Observar as precauções universais para punção venosa. A colheita pode ser realizada a qualquer hora, observando as recomendações do médico assistente. Utilizar uma das veias da fossa antecubital (basílica, cubital média, cefálica ou cefálica acessória). Usar seringa ou tubo a vácuo. Tubos a vácuo contendo EDTA K3 (frascos de tampa roxa) com volume de aspiração preconizado (pediatria: 2,0ml; adultos: 3,0 a 4,5ml).

Preservação e transporte:

Transportar o material colhido a temperatura ambiente e dentro das normas de segurança legais. A amostra deve ser encaminhada ao laboratório o mais rápido possível, sendo ideal a realização do exame dentro de 6h após a colheita.

Identificação da amostra:

Etiqueta com código de barras gerada pelo sistema de gerenciamento de dados do LAC (Sistema Esmeralda). A etiqueta deve ser posicionada nos fracos de colheita a partir da tampa para o fundo em linha reta de forma que o código de barras fique visível e alinhado, sem enrugamentos.

Estabilidade e armazenamento:

A estabilidade da amostra colhida com EDTA K3 ou K2 é de 8h à temperatura ambiente e de 24h se refrigerada (2 a 8°C). Amostras podem ser utilizadas, para confirmação de resultados, até 48h após a colheita desde que mantidas sob refrigeração (2 a 8°C). As amostras são armazenadas em geladeira (número de patrimônio: 10939) por 48h após a realização do hemograma para confirmação de resultados, se assim solicitado.

Amostras Inadequadas:

Colhidas em frascos errados, mal identificadas, congeladas, coaguladas e em volume inadequado ao tubo usado.

Reagentes e materiais:

Corantes:

Solução de corante May-Grünwald-Giemsa.

Corante panótico rápido.

Reagentes para automação:

Cellpack – Solução de diluição: impedância e processo óptico (bombonas de 20 l),

Cellsheath – Solução de fluxo duplo: focagem hidrodinâmica (bombonas de 20 l),

Stromatolyser FB – Lise neutrófilos/basófilos: impedância e processo óptico (frasco de 5 l),

Stromatolyser 4DL – Lise eritrócitos: impedância e processo óptico (frasco de 5 l),

Stromatolyser 4DS – Coloração leucócitos: citometria de fluxo (sache de 42ml),

Stromatolyser NR – Lise e coloração eritroblastos: citometria de fluxo (frasco 1 l + 12ml),

Sulfolyser – Lise eritrócitos e complexo cromático hemoglobina: fotometria (frasco de 5 l),

Stromatolyser IM – Leucócitos imaturos: impedância e processo óptico (bombonas 10 l),

Ret search II – Lise/coloração reticulócitos: difusão/fluorescência direta (frasco 1 l + 12ml).

Materiais:

Lâminas: lâminas de vidro para microscopia, tamanho aproximado de 25 x 76 mm. Lâminas de vidro lapidadas nas quadro faces, tamanho aproximado de 25 x 76 mm com uma das extremidades reduzidas (distensora).

Reagentes para calibração e controle de qualidade:

Sangue controle: e-CHECK, sangue estabilizado para uso “in vitro, Sysmex America, Inc.

Calibrador: X-Cal, uso “in vitro”, Sismex America, Inc.

Preparo:

Vide Anexo-02 – Coloração de lâminas, para preparação dos corantes. Demais reagentes são produtos comerciais pronto para uso.

Estabilidade:

A estabilidade dos reagentes de automação é de 60 dias após a abertura e/ou instalação no equipamento, salvo Sulfolyser que é de 90 dias. O corante panótico rápido em uso possui estabilidade de 7 dias e de 3 anos quando no frasco original. O corante May-Grünwald-Giemsa em uso possui estabilidade de 24 horas e de 6 meses quando no frasco original.

Armazenamento:

Temperatura ambiente e abrigo da luz solar, exceto sangue controle e calibrador (em geladeira: 2 a 8°C).

Equipamentos:

Um equipamento de automação Sysmex XE 2100 (com contagem de reticulócitos) e dois equipamentos de automação Sysmex XE 2100 D (sem contagem de reticulócitos). Cada equipamento é composto pelos seguintes módulos: analisador, Unidade pneumática, Estação de dados e Impressora. Para maiores detalhes vide POPE-H01 – Sysmex XE 2100.

Calibração:

A calibração dos equipamentos é realizada anualmente pelos técnicos da Sismex/Roche.

Procedimento (passo a passo):

Preparação das amostras:

Amostras de paciente: as amostras serão entregues no setor de hematologia (bancada de registro de material) provenientes do ambulatório, postos de saúde comunitária, emergência e hospitais (HCC, HCR e HNSC). Avaliá-las quanto a identificação, posição do rótulo, volume, coágulos e microcoágulos. Amostras mal identificadas devem retornar ao setor administrativo. Amostras de pouco volume devem ser tratadas individualmente e seus resultados avaliados. Amostras coaguladas serão rejeitadas incondicionalmente, devendo o auxiliar de laboratório providenciar sua nova colheita conforme rotina preconizada. Vide POP-L14 – Sistema de informatização laboratorial.

Preparação dos mapas de trabalho:

Retirar os mapas de trabalho conforme rotina preconizada (sistema esmeralda). Vide POP-L14 – Sistema de informatização laboratorial. Fazer a separação dos mapas priorizando: Emergência, HCR, HCC, HNSC e ambulatório-postos de saúde comunitária. Separar as amostras com os respectivos mapas de trabalho seguindo a prioridade estabelecida acima, identificar, numerando seqüencialmente, os tubos de amostras com os respectivos mapas de trabalho. Colocar os tubos já identificados nas racks do equipamento de automação, atentar para que os códigos de barra fiquem voltados para frente (para leitura no equipamento). Observar que a numeração é seqüencial e única para as amostras independentemente da origem. Inicia em 1, é diária e por turno (diurno: 1,2,3...n e noturno: 1,2,3...n). Numerar o mapa de trabalho mesmo das amostras faltantes, registrando seu número, nome do paciente e exames a realizar em caderno próprio para este fim. Anotar em, caderno próprio, o último número seqüencial utilizado, ficando assim assegurada a correta identificação numérica da próxima amostra. Observar, no mapa de trabalho, a existência de outra solicitação médica que não hemograma:

Reticulócitos: separar o tubo para análise no equipamento de automação apropriado (Sysmex XE 2100 – Sysmex 2) ou processar o teste manualmente. Vide POP-H07 – Reticulócitos.

VHS (somente para amostras realizadas no mesmo tubo do hemograma): numerar o rótulo do VSG com o mesmo número do hemograma, separar o material, se possível, e processá-lo. Se não for possível a separação, colocar o rótulo numerado em um tubo (vazio) de automação para VSG e após a realização do hemograma processar o VSG. Vide POP-H11 – Velocidade de hemossedimentação.

Teste de falcização: preparar a lâmina. Vide POP-H09 – Teste de falcização.

Teste de fragilidade osmótica: avisar o bioquímico responsável pela realização do exame para processá-lo após a realização do hemograma. Vide POP-H12 – Teste de fragilidade osmótica.

Corrida das amostras:

Correr as racks com as amostras previamente identificadas e numeradas. Utilizar-se dos equipamentos de automação previamente liberados para uso. Correr as amostras no modo sampler (tubo fechado). Amostras de pouco volume devem ser passadas no modo manual (tubo aberto). Vide POPE-H01 – Sysmex XE 2100. Utilizar os três equipamentos separando as amostras conforme a origem: emergência e hospitais preferencialmente no equipamento 2, ambulatório e postos de saúde comunitária nos outros. Caso apenas um dos equipamentos esteja habilitado passar as amostras na ordem de priorização (emergências, hospitais e ambulatório-postos de saúde comunitária).

Passar os mapas de trabalho com os resultados ao bioquímico responsável pela triagem. Vide Anexo-03 – Critérios para triagem.

Amostras com a solicitação de urgência, quando personalizadas, devem ter tratamento prioritário: passar a amostra no equipamento de automação e o resultado diretamente a um bioquímico para triagem.

Fazer distensões sangüíneas das amostras previamente marcadas na triagem realizada pelo bioquímico responsável. Vide Anexo-01 – Confecção de lâminas. Corar as distensões sangüíneas. Vide Anexo-02 – Coloração de lâminas.

Passar as distensões coradas, limpas e secas a mesa de lâminas.

Avaliação microscópica da amostra: (Bioquímicos)

Examinar as lâminas das amostras selecionadas após coloração. Utilizar-se dos microscópios do setor (Olympus CX40). Usar objetiva de 50X de imersão ou 40X a seco, a objetiva de 100X de imersão deve ser reservada para avaliação de inclusões, granulações citoplasmáticas etc. Avaliar a série vermelha focando campos da cauda da distensão onde os eritrócitos não se sobrepõem. Observar a forma, dimensão, coloração e empilhamento dos eritrócitos. Verificar se os dados numéricos do resultado fornecido pelos equipamentos de automação são comparáveis aos vistos ao microscópio. Avaliar as plaquetas quanto ao número e morfologia independentemente de terem sido solicitadas ou não. Fazer a fórmula leucocitária percorrendo a lâmina ao longo da distensão junto a borda lateral da cauda, método em ameia (iniciar a contagem na borda lateral penetrando no corpo da lâmina em movimento ziguezague) ou método em ameia modificado (contar dois campos perto e paralelos à borda da distensão, depois quatro campos em ângulo reto e dois campos paralelos à borda, e assim por diante). Contar 100 leucócitos classificando-os. Atentar para características morfológicas, tintoriais e atípicas. Observar a existência de eritroblastos, contá-los separadamente dos leucócitos relacionando-os com 100 leucócitos, corrigindo a contagem global de leucócitos se for o caso. O equipamento de automação Sysmex II faz a distinção de eritroblastos se solicitado, logo resultados provenientes desta automação não devem ter o número total de leucócitos corrigidos quando este parâmetro tiver sido solicitado e corretamente emitido. Após a avaliação microscópica fazer as alterações, se necessárias, e acrescentar as informações importantes diretamente na papeleta de resultados impressa pela equipamento de automação, utilizando-se dos históricos para hemograma. Vide Anexo-04 – Históricos. Fazer a liberação dos resultados nos arquivos de interfaceamento ou diretamente no Sistema Esmeralda. Vide POPE-H01 – Sysmex XE 2100.

Controle de qualidade:

Interno:

Background. e-CHECK em três níveis (baixo, normal e alto), amostra do dia anterior (duas amostras normais) e reprodutibilidade (freqüência diária). Repetibilidade (freqüência semanal). Vide POPE-H01 – Sysmex XE 2100. Os dados de controle de qualidade resultam na liberação dos equipamentos de automação e são revistos pelo responsável do setor e/ou laboratório.

Externo:

Controle PNCQ (freqüência mensal). CAP (freqüência quadrimestral). Vide POPE-H01 – Sysmex XE 2100.

Resultados:

As informações contidas nos laudos de resultado resultam das medidas efetuadas no equipamento com alterações e informações acrescidas após avaliação microscópica da amostra. Estão expressos em formato aceito e consagrado internacionalmente, sendo liberados diretamente em rede informatizada e interfaceada após conferência individualizada por profissional de nível superior habilitado. Alterações de resultados devem ser rubricadas.

Unidades:

Os resultados são expressos em Unidades Internacionais padronizadas pelo Comitê Internacional de Estandardização em Hematologia. Vide Valores de referência.

Cálculos:

Valor real da contagem global de leucócitos (WBC) em caso de presença de mais de 10 eritroblastos em 100 leucócitos: WBC = WBC(total) x 100 / (100 + n.º de eritroblastos em 100 leucócitos).

Diluição de amostras: multiplicar os parâmetros: leucócitos, hemácias, hemoglobina, hematócrito e plaquetas pela diluição realizada com a amostra, p.ex.: diluição 1:10 (uma parte de sangue + 9 partes de diluente Cellpack) , multiplicar os parâmetros acima por 10. Os demais parâmetros do resultado não necessitam cálculos.

Critérios de aceitação:

Resultados cujas amostras foram preparadas rigorosamente dentro das condições estabelecidas. Resultados dentro dos limites de normalidade, triagem e sem nenhum alarme dos equipamentos de automação podem ser liberadas diretamente em rede, via interfaceamento. Resultados fora dos limites normais, de triagem ou com alarmes dos equipamentos de automação devem ser liberados após processamento e confirmação de resultados. Resultados dentro de valores críticos (com risco de morte ao paciente) devem ser liberados após confirmação, revisão e contato com o médico solicitante se possível. Vide POP-L12 – Valores críticos.

Valores de referência:

Homem Mulher Hemácias em milhões/uL 4,5 - 6,5 3,9 - 5,8 Hemoglobina em g/dL 13,5 - 18,0 11,5 -16,4 Hematócrito em % 40,0 - 54,0 36,0 - 47,0 Vol. Glob. Média em fL 76,0 - 96,0 Hem. Glob. Média em pg. 27,0 - 32,0 C. H. Glob. Média em % 32,0 - 36,0 RDW 11,5 - 16,0 Leucócitos : Adultos 5.000 - 10.000 4 a 7 anos 6.000 - 15.000 8 a 12 anos 4.500 - 13.000 % uL(mm3) Promielócitos 0 Mielócitos 0 Metamielócitos 0 - 1 Bastões 1 - 5 45 500 Segmentados 40 - 75 1.500 7.000 Eosinófilos 1 - 6 45 600 Basófilos 0 - 0 200 Monócitos 2 - 10 100 1.000 Linfócitos 20 - 45 1.500 3.500 Plasmócitos 0 Valores críticos:

São resultados que podem comprometer a vida do paciente. Devendo o médico assistente ser informado imediatamente. Pacientes com resultados já conhecidos não necessitam informação ao médico assistente. Priorizar:

Hematócrito: inferior a 15.

Hemoglobina: inferior a 5,0.

Leucócitos: inferior a 1000 e superior a 100000.

Vide POP-L12 – Valores críticos.

Linearidade:

A linearidade dos resultados é variável conforme o parâmetro em estudo:

Leucócitos (WBC) 0,0-250.000/(L.

Eritrócitos (RBC) 0,0-7.500.000/(L

Hemoglobina (HGB) 1,0-25,0g/dl.

Volume corpuscular médio (MCV) 37,0-197,0fL

Plaquetas (PLT) 0,0-2.000.000/(L.

O parâmetro MCV foi testado, pelo fabricante, com partículas de referência estandardizada, os demais, com sangue humano.

Amostras cujos parâmetros ultrapassarem os limites de linearidade devem ser repassadas após diluição 1:5 ou 1:10 em diluente Cellpack.

Limitações do método:

Interferentes:

Ligados a amostra:

Excesso de anticoagulante (EDTA): Causa desidratação dos eritrócitos (alterações morfológicas) e alteração para menos do hematócrito (Erro pouco significativo nos contadores eletrônicos).

Amostra de pouco volume: Pode causar hemo-diluição se o anticoagulante usado for líquido. Pode provocar erro de diluição por aspiração incorreta do equipamento de automação. Anotar no mapa de trabalho correspondente.

Sangue anticoagulado com heparina: Não deve ser usado para o leucograma (variação significativa no número de linfócitos). Não deve ser usado para contagem de plaquetas. Pode ser usado para o eritrograma. Se usado imediatamente após a colheita as diferenças são pouco significativas. Anotar no mapa de trabalho correspondente.

Amostra com microcoágulos: Pode apresentar resultados errôneos por erro na diluição da amostra. Na impossibilidade de nova colheita de material avisar o bioquímico responsável e anotar no mapa de trabalho correspondente.

Amostra lipêmica: interferência com hemoglobina (aumento). Anotar no mapa de trabalho correspondente.

Amostra coagulada: Rejeição incondicional dos resultados. Providenciar nova colheita de material.

Ligados ao equipamento de automação:

Erro na homogeneização da amostra por falha no sistema: Apresenta resultados menores ou maiores dependendo da sedimentação do material. Nem sempre o resultado apresenta alarme o que prejudica a avaliação. Avaliação da distensão sangüínea ao microscópio sempre que os resultados estiverem fora dos limites de normalidade.

Falha na aspiração da amostra: Resultados sempre com alarme. Repetir o exame.

Interferência por indução eletromagnética: Resultados sempre com alarme (*). Repetir o exame.

Entupimento nas câmaras de diluição: Resultados das contagens tendem a zero. Proceder a desobstrução das câmaras conforme descrito no Manual on line. Repetir o exame.

Amostras hemolisadas: Os equipamentos de automação possuem mecanismos de compensação afim de minimizar erros. Anotar no mapa de trabalho correspondente.

Interpretação dos resultados:

Exame de auxílio diagnóstico para doenças hematológicas e sistêmicas. Valores fora dos limites de referência podem indicar: anemias, neoplasias hematológicas, reações infecciosas e inflamatórias, acompanhamento de terapias medicamentosas, entre outras patologias.

Biossegurança:

Usar equipamento de proteção individual (luvas, óculos etc.). Fazer a descontaminação de bancadas e equipamentos conforme as normas de segurança do laboratório. Descartar resíduos de acordo com as Boas Práticas de Laboratório e com as normas federais, estaduais e locais. Vide Manual de biossegurança.

Anexos:

Anexo-01 – Confecção de lâminas.

Anexo-02 – Coloração de lâminas.

Anexo-03 – Critérios para triagem.

Anexo-04 – Históricos.

Bibliografia:

Bain, Barbara J. Células sangüíneas: um guia prático. 2.ed. – Porto Alegre: Artes Médicas, 1997.

Failace, Renato. Hemograma: manual de interpretação. 3.ed. – Porto Alegre: Artes Médicas, 1995.

Operator’s manual XE-2100L/XE-2100D Main, Operator’s manual XE-2100L/XE2100D IPU e manual online.

Anexo-01 – Confecção de lâminas

Finalidade do exame: Importante na avaliação hematológica. A confiabilidade das informações obtidas com o exame do esfregaço (distensão) sangüínea depende principalmente de distensões bem feitas e devidamente coradas.

Método: Método de Cunha – Preparo da distensão com uso de duas lâminas de vidro para microscopia, uma para receber a distensão e outra chamada de lâmina distensora.

Reagentes / Materiais: Solução salina (soro fisiológico) para limpeza da lâmina distensora. Lâminas de vidro para microscopia. Lâmina distensora (lâmina lapidada nas quatro faces, com as bordas recortadas a fim de torná-la ligeiramente mais estreita que as lâminas para microscopia). Tubos de micro-hematócrito. Lápis dermográfico.

Técnica:

Colocar uma gota ( 2 a 3 mm de diâmetro) de sangue devidamente homogeneizado (usando tubo de micro-hematócrito) aproximadamente a 1 cm do final de uma lâmina para microscopia limpa, seca e isenta de pó e gordura e apoiada em uma superfície plana ( bancada de trabalho).

Com o polegar e o indicador segurar o final (extremidade) da lâmina distensora com ângulo de 30 a 45 graus em frente a gota de sangue na lâmina descrita acima.

Puxar a lâmina distensora para traz até entrar em contato com a gota de sangue. Deixar o sangue espalhar-se e completar o angulo formado entre as duas lâminas.

Empurrar a lâmina distensora para frente a uma velocidade moderada e constante, até que a gota de sangue tenha sido espalhada em um filme moderadamente delgado. Observar para que o ângulo entre as lâminas seja mantido igual em todo o processo.

Secar a distensão ao ar por agitação ou por meio de um ventilador.

Identificar as lâminas com número seqüencial do setor e com as iniciais do nome do paciente, usando lápis dermográfico.

Limpar a lâmina distensora utilizando uma gaze embebida em solução fisiológica.

Repetir o processo para todos os hemogramas solicitados.

Interpretação: A boa distensão deve ter uma porção espessa e uma porção delgada (cauda), com uma área de transição gradual de uma parte à outra. Deve possuir aparência regular, uniforme e ser livre de estrias, ondas ou buracos. As bordas devem ser livres. A espessura da distensão pode ser ajustada alterando-se o ângulo da lâmina distensora, a velocidade utilizada no espalhamento da gota de sangue ou o tamanho da gota. Para uma distensão mais espessa: ângulo, velocidade e gota maiores. Para uma distensão mais delgada: ângulo, velocidade e gota menores. Nas distensões de espessura ótima ocorre uma distribuição uniforme e separação das células sangüíneas em direção a cauda. Quanto mais rápido o filme de sangue for secado ao ar, melhor é a distribuição individual das células na lâmina. A secagem lenta resulta em concentração de artefatos.

Anexo-02 – Coloração de lâminas

Finalidade do exame: Importante na avaliação hematológica. É a partir de uma lâmina apropriadamente corada que serão reconhecidos os elementos sangüíneos.

Método: May-Grünwald-Giemsa. Método derivado do Romanowski. Mistura de eosinato de azul-de-metileno (May-Grünwald) e azur-eosina (Giemsa). Fornece coloração a todos os elementos celulares.

Reagentes: Álcool metílico p.a, glicerina e sais corantes comerciais de May-Grünwald e Giemsa.

Preparo da solução corante:

Corante Giemsa: 8,33 g

Corante May-Grünwald: 4,16 g

Glicerina: 33,3 ml

Álcool metílico: 5 litros

Misturar os sais corantes com a glicerina.

Acrescentar o álcool metílico aos poucos, homogeneizando constantemente.

Colocar a solução em um frasco plástico de 5 litros. Deixar em banho-maria (56°C) por uma hora.

Identificar o frasco: “Corante May-Grunwald-Giemsa - pronto para uso após filtragem”. (usar as etiquetas auto-colantes) Colocar a data de preparo e rubricar. Esta solução é estável por até 12 meses deste que mantida ao abrigo da luz e hermeticamente fechada. Filtrar apenas a quantidade necessária para uso.

Fazer teste com o corante elaborado (corar algumas lâminas) afim de verificar sua eficácia. Anotar na ficha própria (controle de qualidade), a liberação ou não do corante para uso.

Técnica de coloração:

Cobrir lâmina com a distensão sangüínea com a solução corante filtrada.

Deixar atuar por 3 minutos.

Colocar água (não necessita ser tratada) sobre a lamina com o corante.

Homogeneizar o corante e a água. Observar para que, ao colocar a água, o corante não escorra.

Deixar atuar por 15 minutos.

Lavar em água corrente.

Limpar o verso da lâmina com gaze e álcool.

Deixar secar.

Se necessário, uma distensão corada pode ser descorada cobrindo-se a lâmina com etanol, lavando-a com água, repetindo-se esta seqüência até que a coloração tenha desaparecido.

Interpretação:

Macroscopicamente uma distensão bem corada deve apresentar uma cor rosa-mate uniforme. Distensões de cor vermelha intensa de eosina estão excessivamente ácidas, ou o corante atuou durante pouco tempo. Distensões de cor cinza ou cinza azulada ou esverdeada estão muito alcalinas, ou o corante agiu durante muito tempo. Microscopicamente a apreciação de uma boa coloração é feita pela avaliação das plaquetas. Estas devem apresentar-se azuladas com finas granulações azurófilas. Quando coradas de azul-pálido: coloração ácida ou insuficiente. Quando coradas de cor púrpura-escura: coloração alcalina ou excessiva.

Coloração característica:

Cromatina e corpos de Howell-Jolly: púrpura.

Grânulos promielocíticos e bastões de Auer: vermelho-purpúreo.

Citoplasma dos linfócitos: Azul.

Citoplasma dos monócitos: azul-acinzentado.

Citoplasma basófilo (rico em RNA): azul-escuro.

Corpos de Döhle: azul-acinzentado.

Grânulos específicos dos neutrófilos, linfócitos e plaquetas: púrpura-claro ou rosa.

Grânulos específicos dos basófilos: púrpura-escuro.

Grânulos específicos dos eosinófilos: laranja

Eritrócitos: rosa.

Interferentes: Presença de contaminantes (geralmente acido acético) no álcool metílico. PH da água muito baixo (ácido): os componentes basófilos não se coram adequadamente, os leucócitos são geralmente pálidos, com grânulos eosinófilos de um vermelho brilhante. PH da água muito alto (alcalino): captação excessiva do corante básico com excesso de coloração. É difícil distinguir os eritrócitos policromáticos dos normais. Os grânulos dos eosinófilos coram-se de azul-escuro ou de cinza-escuro. Os grânulos dos neutrófilos normais ficam excessivamente corados, simulando granulação tóxica.

Controle de qualidade: Corantes satisfatoriamente elaborados com sais de boa procedência proporcionam coloração dentro dos padrões aceitos. Verificar no início da rotina e desprezar, corantes filtrados que tenham sido utilizados pelo plantão noturno. Utilizar água com o pH adequado o que pode ser avaliado verificado-se a coloração da distensão macroscopicamente e microscopicamente conforme descrito acima. Ajustar o pH da água se necessário, ou trocar o corante em uso.

 



Método: Panótico Rápido.

Reagentes: Kit comercial contendo 3 frascos com 500ml cada (corantes: 1, 2 e 3), prontos para uso. Vide bula do kit.

Técnica de coloração:

Mergulhar e retirar a lâmina na solução 1 do corante panótico por 5 vezes consecutivas. Aguardar 5 segundos para escorrer o excesso de corante.

Repetir o mesmo procedimento na solução 2.

Mergulhar e retirar a lâmina na solução 3 do corante panótico por 10 vezes consecutivas.

Lavar em água corrente.

Deixar secar.

Coloração característica: idem ao método May-Grünwald-Giemsa.

Anexo-03 – Critérios para triagem

Idade: inferior a 1 anos e superior a 85 anos.

Hemoglobina: inferior a 10 e superior a 19. Quando for solicitado somente HB: a liberação pode ser realizada independentemente do valor, desde que avalie-se a correlação com o HT (CHCM entre 30 e 35,5).

VCM: inferior a 70 e superior a 108.

CHCM: inferior a 30 e superior a 35,5.

RDW: superior a 18.

Leucócitos: inferior a 3000 e superior a 14000. Avaliar o gráfico de dispersão celular emitido pelo equipamento de automação para estabelecer provável desvio a esquerda, granulócitos imaturos, células jovens, atipias e blastos e frente a flags: Left Shift, Imm Gran, Blasts, Atypical Ly, NRBC, Abn Ly/Bl, RBC Lyse Res, RBC Agglut, Turb/HGB, Iron Def, HGB Defect, Fragments, PLT Clumps e PLT C(S).

Neutrófilos: superior a 80%.

Linfócitos: inferior a 10 e superior a 55%.

Monócitos: superior a 18%.

Eosinófilos: superior a 25%.

Basófilos: superior a 2%.

Plaquetas: inferior a 100000 e superior a 800000. Quando não for solicitado contagem de plaquetas: inferior a 70000.

Anexo-04 – Históricos

001- anisocitose 9+ Microcitose 9+ Hipocromia 9+ 002- anisocitose 9+ Microcitose 9+ Hipocromia 9+ 003- 999.99 011- anisocitose 1+ 012- anisocitose 2+ 013- Anisocitose 3+ 021- policromatocitose 1+ 022- policromatocitose 2+ 023- policromatocitose 3+ 031- hipocromia 1+ 032- hipocromia 2+ 033- hipocromia 3+ 034- algumas hemácias hipocromicas 041- pecilocitose 1+ 042- pecilocitose 2+ 043- pecilocitose 3+ 051- microcitose 1+ 052- microcitose 2+ 053- microcitose 3+ 054- alguns micrócitos 061- macrocitose 1+ 062- macrocitose 2+ 063- macrocitose 3+ 064- alguns macrócitos 065- alguns macrócitos e micrócitos 071- hemácias fragmentadas (esquizócitos) 1+ 072- hemácias fragmentadas (esquizócitos) 2+ 073- hemácias fragmentadas (esquizócitos) 3+ 081- hemácias em alvo (target cells) 1+ 082- hemácias em alvo (target cells) 2+ 083- hemácias em alvo (target cells) 3+ 091- hemácias em gota (dacriócitos) 1+ 092- hemácias em gota (dacriócitos) 2+ 093- hemácias em gota (dacriócitos) 3+ 101- eliptócitos 1+ 102- eliptócitos 2+ 103- eliptócitos 3+ 111- drepanócitos 1+ 112- drepanócitos 2+ 113- drepanócitos 3+ 121- esferócitos (raros) 122- esferócitos (alguns) 123- esferócitos (vários) 124- esferócitos (numerosos) 131- acantócitos 1+ 132- acantócitos 2+ 133- acantócitos 3+ 141- estomatócitos 1+ 142- estomatócitos 2+ 143- estomatócitos 3+ 150- eritroblastos: 999 em 100 leucócitos 151- eritroblastos (raros) 161- pontilhado basófilo em raras hemácias 162- pontilhado basófilo em algumas hemácias 163- pontilhado basófilo em várias hemácias 164- pontilhado basófilo em numerosas hemácias 171- corpos de Howell-Jolly em raras hemácias 172- corpos de Howell-Jolly em algumas hemácias 173- corpos de Howell-Jolly em várias hemácias 174- corpos de Howell-Jolly em numerosas hemácias 180- auto-aglutinação sugestiva da presença de crio-aglutininas 181- presença de crio-aglutininas 190- rouleaux 191- dupla população hemática 192- corpos de Heinz 193- corpúsculos de Pappeheimer (siderossomas) 194- anéis de Cabot 195- rouleaux acentuado sugestivo de disproteinemia 201- linfócitos atípicos (raros) 202- linfócitos atípicos (alguns) 203- linfócitos atípicos (vários) 204- linfócitos atípicos (numerosos) 205- presença de células linfomatosas 206- presença de células com núcleo clivado 211- mononucleares atípicos (raros) 212- mononucleares atípicos (alguns) 213- mononucleares atípicos (vários) 214- mononucleares atípicos (numerosos) 221- granulações tóxicas 1+ 222- granulações tóxicas 2+ 223- granulações tóxicas 3+ 231- vacuolizações citoplasmáticas nos neutrófilos 1+ 232- vacuolizações citoplasmáticas nos neutrófilos 2+ 233- vacuolizações citoplasmáticas nos neutrófilos 3+ 241- neutrófilos hipersegmentados (raros) 242- neutrófilos hipersegmentados (alguns) 243- neutrófilos hipersegmentados (vários) 241- neutrófilos hipersegmentados (numerosos) 251- restos celulares (raros) 252- restos celulares (alguns) 253- restos celulares (vários) 254- restos celulares (numerosos) 261- Corpúsculos de Dohle (raros) 262- Corpúsculos de Dohle (alguns) 263- Corpúsculos de Dohle (vários) 264- Corpúsculos de Dohle (numerosos) 270- anomalia granulocítica de Pelger-Huet 271- sugestivo de anomalia granulocítica de Pelger-Huet 280- diferencial prejudicado pela leucopenia 301- plaquetas gigantes (raras) 302- plaquetas gigantes (algumas) 303- plaquetas gigantes (várias) 304- plaquetas gigantes (numerosas) 311- plaquetas dismórficas (raras) 312- plaquetas dismórficas (algumas) 313- plaquetas dismórficas (várias) 314- plaquetas dismórficas (numerosas) 320- presença de microcoágulos 330- aglutinação plaquetária 333 (insere uma linha em branco editável) 340- aparente trombocitopenia 341- nítida trombocitopenia 350- aparente trombocitose 351- nítida trombocitose 360- plaquetas normais, contagem prejudicada. 361- plaquetas aparentemente normais em numero e morfologia 370 contagem de plaquetas prejudicada

Informações:

Atividades Responsável Assinatura Data Elaborado por: Dalton Kittler de Mello Revisado por: Márcia Henriques Xavier Aprovado por: Raquel Arrieche Fernandes Liberado por: Andréa Cauduro de Castro Desativado por:

Distribuição:

Local Ass.responsável Data/distribuição Data/recolhimento

Revisões:

Revisado por: Assinatura Data

Desativado:

Data:_______/_______/_______

Desativado por:_____________________________________________________________

Motivo:____________________________________________________________________

Conhecimento:

Colaboradores devem ler e dar ciência (por escrito).

Declaramos que lemos, compreendemos e seguiremos fielmente este procedimento:

Nome: Assinatura: Data: Adriane Turconi Severo Alessandra M. Lemes Arno Neuhof Cíntia Cichowski Santos Dalton Kittler de Mello Elaine Catarina de Freitas Atarão Ellen Eunice Ludwig Fátima Bernardina S. Santos Janildes Camozzato José Dutra Inácio Leandro C. P. Amaral Màrcia Henriques Xavier Marigley F. Antonio Marina Carniel Marques Mariza Rodrigues Marlene Casagranda Moema Tassoni Silva Osmaninho Maschmann Ralf Wagner Raquel Arrieche Fernandes Rosangela Silveira Santos Sônia Oliveira Fernandes Valéria Grazziotin Dexheimer Zuleida Garcia Abreu

__________________________________________________________________________









GRUPO HOSPITALAR CONCEIÇÃO

HOSPITAL NOSSA SENHORA DA CONCEIÇÃO

C.R. LABORATÓRIO DE ANÁLISES CLÍNICAS – SETOR DE HEMATOLOGIA HEMOGRAMA COMPLETO

SANGUE TOTAL

Automação Sysmex XE 2100 Procedimento Operacional Padrão

Data da 1ª versão: 06/12/2002

Versão n.º: 4

Data da efetivação:

POP: H01 Página  PAGE 17 de 19

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Data da 1ª versão: 06/12/2002

Versão n.º: 4

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POP n.º: H01 Página  PAGE 20 de 19

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