O Controle Microbiano

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INSTITUTO FEDERAL DE EDUCAÇÃO, CIÊNCIA E
TECNOLOGIA DO RIO GRANDE DO NORTE – CAMPUS MACAU
DIRETORIA ACADÊMICA
COORDENAÇÃO DO CURSO TECNICO DE QUÍMICA

Curso: Técnico Subsequente em Química
Componente Curricular: Microbiologia
Professora: Cinthia Telles
Alunos: Camila Maciel da Silva

Guilherme G. de S. Miranda

José Luiz de Almeida Filho
Joyce Cristina S. da Rocha

TÉCNICAS DE ASSEPSIA – CONTROLE MICROBIANO

1. INTRODUÇÃO

O uso de técnicas de assepsia durante o estudo de meios de cultura é de fundamental importância, devido à necessidade de se ter controle de possíveis contaminações durante experimentos com esses meios. Algumas técnicas de assepsia, esterilização, antissepsia e desinfecção.

Assepsia- Técnicas para controlar/impedir a entrada de microrganismos em local que não os contenha.

Antissepsia- Uso de antissépticos na desinfecção de tecidos vivos.

Desinfecção- Limpeza de objetos inanimados: Mesas, paredes, utensílios, chão, equipamentos. Usando por exemplo: Álcool 70%, Iodo, Água em ebulição, etc.

Esterilização- Durante o uso de materiais no laboratório é importante o controle de microrganismos. Alguns procedimentos como: flambar os materiais durante os procedimentos (o uso de chama para esses procedimentos é uma opção bastante usada), calor seco e calor úmido sob pressão (autoclavagem).

1. OBJETIVO

• Conhecer os principais materiais e equipamentos utilizados em laboratório de microbiologia para controle de microrganismos;
• Definir esterilização, desinfecção, antissepsia e assepsia;
• Preparar as vidrarias e meios de cultivo para serem utilizados em análises microbiológicas, utilizando o método de calor úmido sob pressão (autoclavagem).
• Verificar a eficiência dos agentes físicos e químicos sobre os microrganismos.

1. MATERIAL E MÉTODOS

Autoclave	Água ultrapura
Placas de Petri	Algodão ou papel higiênico dupla folha
Tubos de ensaio	Câmara de fluxo laminar
Becker	Erlenmeyer
Papel Kraft	Swab
Pipetas de vidro - volumes variados	Balança
Espátulas	Incubadora

1. PROCEDIMENTO:

1. Demonstração de materiais e equipamentos utilizados no laboratório de Microbiologia com sua respectiva função.

• Para o cultivo de microrganismos: 

• Meios de cultura: Sólidos, semi-sólidos e líquidos complexos, seletivos, diferenciais, redutor, meio de enriquecimento e meio de transporte.
• Vidrarias: tubos de ensaio, beckers, placas de Petri, pipetas Pasteur, Erlenmeyers, etc.
• Câmaras de cultivo: banhos-maria e estufas.
• Câmaras de inoculação: câmaras assépticas e câmaras de fluxo laminar.

• Para esterilização: Autoclave e forno Pasteur.
• Para transferência de microrganismos: Alças e agulhas de inoculação, pipetas e “swabs”.
• Outros materiais: bico de Bunsen, pipetas, pipetadores, pinças, etc.

1. Prepararão dos materiais e vidrarias para serem utilizados em análises microbiológicas utilizando o método de calor úmido sob pressão (autoclavagem).

• Empacotar as vidrarias (placas de petri, pipetas volumétricas) e identificar os pacotes de vidrarias acondicionados com o nome da equipe, a data da esterilização e volume da vidraria quando pertinente (usar luvas durante o acondicionamento); os procedimentos seguintes referem-se aos frascos e utensílios vazios.

• Material com meios de cultura, diluentes e reagentes devem ser preparados, acondicionado e esterilizado seguindo as orientações geralmente contidas nos rótulos de embalagens ou no manual próprio de preparo de reagentes e meios de culturas.

• Placas de Petri: devem ser acondicionadas em estojos porta placas de alumínio ou aço inoxidável, em grupos de mesma dimensão, ou embrulhadas em papel Kraft em grupos de até dez placas.
• Pipetas: Preencher o bocal com algodão e acondicionar em estojos porta pipetas de alumínio ou aço inoxidável, em grupos de mesmo volume com as pontas para baixo, na extremidade oposta à tampa do estojo. Proteger o fundo dos estojos com um chumaço de algodão ou gaze para evitar danos nas pontas das pipetas. Pode-se também embrulhar as pipetas individualmente em papel Kraft, lembrando-se de identificar a extremidade do embrulho que deve ser aberta no momento da análise, e anotar externamente o volume da pipeta.
• Tubos de ensaio vazios: tampar com tampão de algodão ou de gaze, ou ainda com as respectivas tampas no caso dos tubos rosqueáveis. Acondicionar em grupos de 4 a 6 tubos de mesmo tamanho e volume, embrulhar com papel Kraft e vedar com fita crepe especial.
• Frascos de homogeneização e outros frascos vazios tampados com tampão de algodão, gaze ou tampa própria: Cobrir a tampa ou o tampão com papel Kraft.
• Espátulas, pinças, tesouras e demais utensílios: embrulhar individualmente com papel Kraft, lembrando-se de identificar a extremidade do embrulho que deve ser aberta no momento da análise

• Armazenar todo material na autoclave para esterilização (calor úmido por pressão). Observar o ciclo que o fabricante sugere para cada meio. OBS: A esterilização de vidrarias de laboratórios (como placas de petri, pipetas) por calor seco requer um tempo de 2 horas de exposição a 160 – 180 °C, enquanto que a esterilização dos mesmos materiais em autoclave requer somente 15 minutos a 121 °C.

OBS: O calor úmido é muito mais eficiente que o calor seco para destruir os microrganismos.

• Isto porque o calor úmido causa desnaturação e coagulação das proteínas vitais como as enzimas, enquanto o calor seco causa oxidação dos constituintes orgânicos da célula (isto é, ele “queima” lentamente as células).
• A desnaturação de proteínas celulares ocorre com temperaturas e tempos de exposição menores do que aqueles requeridos para a oxidação.
• Acondicionar o material autoclavado em estufa para secagem
• Esta etapa pode ou não ser realizada.
• É utilizada quando a etapa de esterilização é por calor úmido (autoclave).
• Geralmente após este tipo de esterilização, os materiais ficam úmidos, podendo facilitar uma contaminação.
• A secagem pode ser realizada em estufa de Pasteur a temperaturas de no máximo 100 °C.
• A armazenagem dos materiais deve ocorrer apenas após os mesmos estarem totalmente secos.

1. Efeito da Ação de antissépticos sobre o crescimento bacteriano:

• Experimento de Price 1

• Dividir o fundo da placa de Petri com nutriente em três partes, com lápis marcador, e identificar a placa.  
• Retirar um swab do tubo com assepsia e umedecê-lo em salina estéril; 3. Esfregar sobre a pele da palma da mão;
• Semear em um terço da placa de ágar, identificando-o como “mão sem lavar”
• Lavar as mãos com detergente, vigorosamente, em todas as superfícies, durante 5 minutos;
• Pegar outro swab esterilizado, umedecê-lo com salina e esfregá-lo nas palmas das mãos lavadas;
• A seguir, semear o segundo swab em um terço da placa, identificando-o como “mãos lavadas”;
• Desinfetar as mãos pré-lavadas com álcool iodado (durante 1 minuto) ou álcool a 70% (também durante 1 minuto);
• Pegar outro swab esterilizado, umedecê-lo com salina e esfregá-lo nas palmas das mãos lavadas e desinfetadas;
• Semear na terceira parte do meio de cultura e identificá-la como “mãos desinfetadas”;
• Realizar a incubação a incubação a 37°C, por 48 horas, e fazer a leitura.

1. RESULTADOS E DISCUSSÃO

1. CONCLUSÃO

1. REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

• Roteiro de aula prática: Técnicas de Assepsia, Controle de Microrganismos - Microbiologia- Instituto Federal de Educação, Ciência e Tecnologia, do Rio Grande do Norte/Campus Macau.
• Técnicas de assepsia: http://e-escola.tecnico.ulisboa.pt/biologia/pagina_popup.asp?id=913

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